III. A helmintiázisok laboratóriumi diagnosztikájának módszerei. A bélmozgás vizsgálata

7.7. Módszerek a helminták tojásainak és lárváinak életképességének meghatározására

A helmintpeték életképességét az határozza meg megjelenés, vitális színezékekkel való festéssel, termesztéssel ben optimális feltételeketés biológiai mintát állítunk fel.

7.7.1. A helminták tojásai vagy lárvái életképességének meghatározása megjelenés alapján

A helminth tojásokat először kis, majd nagy nagyítással mikroszkóppal vizsgálják. A helminták deformált és elhalt tojásaiban a héj elszakad vagy befelé hajlik, a plazma zavaros, meglazult. A szegmentált tojásokban a hasítási golyók (blastomerek) egyenlőtlen méretűek, szabálytalan alakúak, és gyakran egy pólusra tolódnak el. Néha vannak rendellenes peték, amelyek külső deformációkkal normálisan fejlődnek. A hengeres férgek élő lárváiban a finom szemcsésség csak a test középső részén van jelen, elpusztulva szétterjed az egész testben, nagy fényes hialin vakuolák jelennek meg, az úgynevezett "gyöngysorok".

Az aszkaridok, ostorférgek, tűférgek érett tojásainak életképességének meghatározásához a lárvák aktív mozgását a készítmény enyhe melegítésével kell előidézni (37 ° C-ot meg nem haladó hőmérsékletre). Kényelmesebb megfigyelni az ascaris és ostorféreg lárvák életképességét a tojáshéjból való izolálásuk után, ha a készítmény fedőüvegét boncolótűvel vagy csipesszel rányomjuk.

Az ascaridák invazív lárváinál gyakran látható a fej végén lehámlott kalap, az ostorférgek lárváinál pedig, amelyek a tojásban fejezték be a kifejlődést, ezen a helyen nagy nagyítással egy szálka található. A helminták elhalt lárvái, függetlenül attól, hogy hol vannak (a tojásban vagy azon kívül), észreveszik a test bomlását. Ebben az esetben a lárva belső szerkezete csomós vagy szemcsés lesz, a test pedig zavarossá, átlátszatlanná válik. Vacuolák találhatók a testben, és törések találhatók a kutikulán.

A teniid onkoszférák (szarvasmarha, sertés galandféreg stb.) életképességét az embriók mozgása határozza meg, amikor ki vannak téve emésztőenzimek. A tojásokat óraüvegre helyezzük gyomornedv kutyák vagy mesterséges nyombéllé. Az utóbbi összetétele: pankreatin - 0,5 g, nátrium-hidrogén-karbonát - 0,09 g, desztillált víz - 5 ml. A tojásos órapoharakat 36-38 °C-os termosztátba helyezzük 4 órára. Ebben az esetben az élő embriók kiszabadulnak a membránokból. Az élő onkoszférák héja a savanyított pepszinben és a tripszin lúgos oldatában is feloldódik 6-8 óra termosztátban 38 °C-on.

Ha a teniid tojásokat 1%-os nátrium-szulfid-oldatba vagy 20%-os nátrium-hipoklorit-oldatba, vagy 1%-os klórvíz-oldatba helyezik 36-38 °C-on, az érett és élő embriók kiszabadulnak a héjból, és nem változás 1 nap alatt. Az éretlen és elhalt onkoszférák összezsugorodnak vagy megduzzadnak és drámaian megnagyobbodnak, majd 10 perc és 2 óra alatt „feloldódnak”. A teniidek élő embriói 1% -os nátrium-klorid-oldat, 0,5% -os nátrium-hidrogén-karbonát-oldat és epe keverékében is aktívan mozognak 36-38 ° C-on.

A növényekről és a víztestek egyéb tárgyairól gyűjtött fasciolia adolescariae életképességét sóoldatban lévő üveglemezen, fűtőfokozatú mikroszkóp alatt vizsgáljuk. Melegítéskor a cisztában lévő trematoda lárvái mozogni kezdenek.

A törpe galandféreg petéi életképességének meghatározására az Ionina N.S. módszere a legegyszerűbb: élő petékben az embrionális horgok medián párja vagy párhuzamos az oldalsó horogokkal, vagy az utóbbiak tövénél kisebb szöget zárnak be. mint 45° a mediánnal. Az elpusztult tojásokban az oldalsó párok az alapnál szöget zárnak be, amelynek középpárja nagyobb, mint 45 °, vagy a horgok véletlenszerűen vannak szétszórva (páros elrendezésük elveszett); néha előfordul az embrió ráncosodása, szemcsézettség kialakulása. Egy pontosabb módszer az onkoszféra mozgásának megjelenésén alapul éles hőmérsékletváltozás során: 5-10 ° C-ról 38-40 ° C-ra.

Az éretlen fonálféreg tojások életképességének meghatározását nedves kamrában (Petri-csészékben) kell vizsgálni, az ascaris tojásokat izotóniás nátrium-klorid-oldattal készített 3%-os formalinoldatba helyezve 24-30 °C hőmérsékleten, az ostorféreg tojásait 3 °C hőmérsékleten. %-os sósavoldat 30-35 °C hőmérsékleten; féregtojás izotóniás nátrium-klorid oldatban 37 °C-on. A Petri-csészéket hetente 1-2 alkalommal kell kinyitni a jobb levegőztetés érdekében, és ismét nedvesítse meg a szűrőpapírt tiszta vízzel.

A helminth tojások fejlődésének megfigyelése hetente legalább kétszer történik. A fejlődés jeleinek 2-3 hónapon belüli hiánya életképtelenségre utal. A helmintpeték kialakulásának jelei először a zúzás szakaszai, a tojás tartalmának különálló blasztomerekre való felosztása. Az első napokban legfeljebb 16 blastomer fejlődik ki, amelyek átmennek a második szakaszba - morula stb.

A kampósféreg tojásait dugóval lezárt (50 cm magas és 7 cm átmérőjű) üveghengerben tenyésztik. Vízzel félig folyékony állagúra hígított, steril homok, faszén és ürülék egyenlő térfogatú kampósféreg-tojás keverékét üvegcső segítségével óvatosan a henger aljára öntjük. 1-2 napos sötétben, 25-30 °C hőmérsékleten való megtelepedés alatt a rhabditoid lárvák kikelnek a tojásokból, majd 5-7 nap múlva már filarissá válnak: a lárvák felkúsznak a henger falán, ahol még szabad szemmel is láthatóak.

A természetben vízben fejlődő trematode tojásokat, például opisthorchisokat, diphyllobothriideket, fasciolákat és másokat óraüvegre, Petri-csészére vagy más edénybe helyezzük, és egy kis réteg közönséges vizet öntünk rá. A fasciola tojások termesztésénél figyelembe kell venni, hogy sötétben gyorsabban fejlődnek, míg az élő tojásban 22-24 °C hőmérsékleten a miracidium 9-12 nap múlva képződik. A fejlődő trematode peték mikroszkópos vizsgálatakor a miracidium mozgása jól látható. A Fasciola miracidium a tojáshéjból csak a fény hatására emelkedik ki.

Fulleborn módszer. A kampósférgeket és a strongylid lárvákat agar agáron tenyésztik egy Petri-csészében állati szénnel. Miután 5-6 órán át termosztátban 25-30 °C-on tartottuk, a lárvák szétterjednek az agaron, és baktériumok útját hagyják maguk után.

Harada és Mori módszere. 7 ml desztillált vizet adunk az állványba helyezett kémcsövekbe. Vegyünk 0,5 g ürüléket egy fapálcával, és készítsünk kenetet szűrőpapírra (15 x 150 mm) a bal széltől 5 cm-re (ezt a műveletet egy papírlapon végezzük, hogy megvédjük a laboratóriumi asztal felületét). Ezután a kenetet tartalmazó csíkot behelyezzük a tubusba úgy, hogy a kenettől mentes bal vége elérje a tubus alját. Fedje le a felső végét egy darab celofánnal, és szorosan tekerje be egy rugalmas szalaggal. A kémcsőre írd fel a számot, az alany nevét. Ebben az állapotban a kémcsöveket 8-10 napig tárolják 28 °C hőmérsékleten. A lárvák tanulmányozásához távolítsa el és távolítsa el a celofán fedelet, és csipesszel távolítson el egy szűrőpapírcsíkot. Ilyenkor vigyázni kell, mert kis számú fertőző lárva a szűrőpapír felső végére vagy a kémcső falára költözhet, és behatolhat a celofán felszíne alá.

A csöveket 15 percre 50°C-os forró vízfürdőbe helyezzük, majd a tartalmát összerázzuk, és gyorsan egy 15 ml-es lárvaülepítő csőbe öntjük. Centrifugálás után a felülúszót eltávolítjuk, és a csapadékot tárgylemezre visszük, fedőlemezzel lefedjük, és kis nagyítással mikroszkóppal vizsgáljuk.

Mert megkülönböztető diagnózis filariform lárvák esetében a 3. táblázat adatait kell használnia.

3. táblázat

AZ A. DUODENALE, N. AMERICANUS, S. STERCORALIS, triCHOSTRONGYLUS SP.

Lárvák	Méretek	Jellemző tulajdonságok
A. duodenale	A test hossza körülbelül 660 mikron, a kupak - 720 nm	A sapka csíkozása kevésbé kifejezett, a szájkiemelkedés kevésbé észrevehető, a test elülső vége (de nem a kupak) tompa, a bélcső átmérője kisebb, mint a nyelőcső bulbóé, a farok vége tompa
N. americanus	A test hossza körülbelül 590 μm, a sapka - 660 nm	A hüvely észrevehetően csíkozott, különösen a test farokrészében, a száj sötétnek tűnik, a test elülső vége (de nem a hüvely) keskeny végként lekerekített. tyúk tojás, a bélcső elülső része olyan átmérőjű, mint a nyelőcső burája, a farok vége élesen hegyes
S. stercoralis	A test hossza körülbelül 500 µm	Lárva hüvely nélkül, a nyelőcső a test hosszának körülbelül a fele, a farok tompa vagy elágazó
Trichostrongylus sp.	A test hossza körülbelül 750 mikron	A bél lumenje nem egyenes, hanem cikkcakk, farokvége lekerekített, gomb alakú

7.7.2. A helminták tojásainak és lárváinak festési módszerei

Az elhalt szövetek a legtöbb esetben gyorsabban érzékelik a színeket, mint az élők. Ezeket a jellemzőket a helmintológiában használják a helminthák peték és lárvái életképességének meghatározására. Bizonyos esetekben azonban egyes festékeket az élő szövetek jobban érzékelnek, mint az elhaltak.

Az élő és elpusztult tojások és lárvák differenciált meghatározásához a következő festékeket és módszereket alkalmazzuk.

A metilénkék leukobázist gyakran használják élő és elhalt szövetek megfestésére. Egy élő sejt vagy szövet a metilénkéket színtelen leukobázissá redukálja; az elhalt szövetek nem rendelkeznek ezzel a képességgel, ezért színt kapnak.

A tojás állapotának kritériuma az embrió festése, de nem a héj. Ez a képesség összefügg a tojáspusztulás körülményeivel. Azokban az esetekben, amikor az elhalt tojás rostos héja nem veszíti el félig áteresztő tulajdonságait, nem engedi át a festékeket, ezért az elhalt embrió nem festődik. A színes embrió mindig a tojás halálát jelzi.

Az Ascaris tojás színezéséhez metilénkéket használhat tejsav maró lúggal készült oldatában (0,05 g metilénkék, 0,5 g nátronlúg, 15 ml tejsav). Az élő tojások nem érzékelik a színt; az elhalt tojások embriói elkékülnek. Az Ascaris lárvákat 1:10 000 koncentrációjú briliáns-krezilkék festék bázikus oldatával festjük meg a következőképpen: egy csepp ascaris tojást tartalmazó folyadékot és egy csepp alapfestékoldatot viszünk egy tárgylemezre. A készítményt fedőlemezzel fedjük le, amelyet bonctűvel enyhe kopogtatással szorosan az üveglemezre nyomunk. Mikroszkóp alatt megfigyelhető a kikelt lárvák száma és festődésük mértéke; ami után ugyanazt a gyógyszert 2-3 óra múlva újra felülvizsgálják. Csak azok a deformálatlan lárvák tekinthetők élőnek, amelyek 2 órán át nem festődnek. Az elpusztult lárvák vagy nem jönnek ki a tojásból, vagy elszíneződnek, amikor a héj eltörik (részben vagy teljesen).

Az ascaridia madarak tojásainak életképességének meghatározásakor lehetőség van a készítmények 5%-os festésére. alkoholos oldat jód. Amikor a gyógyszerre alkalmazzák, az elhalt ascarid tojás embriói 1-3 másodpercig. narancssárgára vannak festve.

Az opisthorchis és a szarvasmarha galandféreg onkoszféráit toluidin-kék oldattal (1:1000), a szarvasmarha-galandféreg elhalt onkoszféráit briliáns-krezilkék oldattal (1:10000) festjük meg. Ugyanakkor mind az elhalt, mind az élő tojások embriói és héjai színt kapnak. Ezért a festés után a tojásokat és az onkoszférákat bemossák tiszta vízés ezenkívül megfestjük őket szafraninnal (1:10 000 alkoholos hígításban 10 °C-on). Az alkohol eltávolítja a festéket a héjból, a szafranin pedig vörösre fest. Ennek eredményeként az élő tojások kipirosodnak; tojás elhalt embrióval - kék, és a héj piros marad. A szarvasmarha galandféreg onkoszférájának elhalt embriói gyorsan, néhány percen belül élénkvörösre vagy rózsaszínre festődnek szafraninnal vagy kékre briliáns-krezilkékkel 1:4000 hígításnál, vagy indigókárminnal 1:1000-1 hígításban. :2000. Az élő embriók ezeknek a színeknek a hatására még 2-7 óra elteltével sem változnak.

A törpe galandféreg tojások életképességének meghatározásához a következő festékek használata javasolt:

1. Ragyogó kreazilkék (1:8000) - 1 óra elteltével az elhullott tojások onkoszférája különösen élénken festődik, ami élesen kiemelkedik a többi tojás halvány vagy színtelen hátteréből.

2. Szafranin (1:8000 2 órán át és 1:5000 3-5 órán keresztül).

3. Pirogallinsav 50%-os oldata 1:2 hígításban - 1 órán át 29-30 °C hőmérsékleten (minél alacsonyabb a hőmérséklet, annál hosszabb a festési folyamat).

7.7.3. Lumineszcens módszer a helminták tojásainak és lárváinak vizsgálatára

A fluoreszcens mikroszkóppal lehetővé válik az élő és elhalt tárgyak megkülönböztetése a tojás károsodása nélkül. A fluoreszcenciához nem ultraibolya sugarakat használnak, hanem a látható fény kék-ibolya részét, hagyományos mikroszkóppal és tárgylemezekkel; az OI-18 megvilágítóhoz egy speciális színszűrő készlet került.

Az orsóférgek, gombaférgek, törpe galandférgek, szarvasmarha-galandférgek, galandférgek és más férgek élő és elhalt petékje eltérően lumineszkál. Ez a jelenség megfigyelhető mind a primer lumineszcencia során, színezékek használata nélkül, mind a fluorokrómokkal (akridinnarancs, korifoszfin, primulin, aurolin, berlerin-szulfát, tripaflavin, rivanol, kinakrin stb.) történő festéskor.

A festetlen, élő, nem tagolt orsóféreg tojásai élénkzölden, sárgás árnyalattal világítanak; az elhalt tojásokban a héj sokkal világosabb zöld fényt bocsát ki, mint a sötétzöld embrionális rész; a lárvával rendelkező orsóféreg tojásokban csak a héj jelenik meg, míg az elhullottban a héj és a lárva is élénksárga.

A gombaférgek és törpe galandférgek nem pigmentált és nem tagolt élő tojásai zöldessárga fényt bocsátanak ki, az elhalt tojásokban a héj intenzíven lumineszkál a sötétzöld embrionális tömeg hátterében.

Másodlagos lumineszcenciával (amikor akridinnarancsot 1:10000 és 1:50000 hígítással festenek 30 perctől 2 óráig), az élő és elhalt fonálférgek, trematodák és cestódák héja eltérően lumineszkál.

Aszkarida, toxocar, pinworm, törpe galandféreg, patkány galandféreg, bika galandféreg, galandféreg élő és elhalt tojásának héja narancsvörös színűvé válik. Az ascaris, toxascaris, patkány galandféreg, széles galandféreg és a szarvasmarha galandféreg onkoszférájának élő tojásainak embriói tompa sötétzöld vagy szürkés-zöld színben lumineszkálnak. Ezen helminták tojásainak elhalt embriói "égő" narancsvörös színt bocsátanak ki. Az élő pinworm lárvák és toxocarok (tojáshéjak) tompa szürkés-zöld fényt bocsátanak ki, elpusztulva a szín a fej végétől "égő" világoszöldre, majd sárgára, narancssárgára, végül élénk narancssárgára változik.

Fluorokrómokkal megfestve a coryphosphyllum, a primulin, az aszkáridák és az ostorférgek elhalt petékje lilásárgától rézvörösig világít. Az életképes tojások nem lumineszkálnak, hanem sötétzöld színűvé válnak.

A trematodák (Paragonimus és Clonorchis) élő tojásai akridinnarancssárgával való megfestés után nem lumineszkálnak, és sárgászöld színt kapnak az elpusztult tojások.

A lumineszcencia módszerrel a helminth lárvák életképességét is meghatározhatjuk. Tehát fluorokrómozott akridinnarancs (1:2000) erősilát lárvái oldatával, Rhabdita ragyog: élő - zöld (árnyalattal), halott - élénk narancssárga fény.

A héjból kibújt élő miracídiumok halvány kékes fényt bocsátanak ki, alig észrevehető világossárga csillókorollal, de 10-15 perccel a halál után élénk "égő" világoszöld, majd narancsvörös fényként jelennek meg.

7.7.4. biológiai vizsgálati módszer

Például az ascaris peték (ascaris sertés, ember, toxocara, toxascaris stb.) állatonkénti (tengerimalac, egér) életképességének meghatározásához legalább 100-300 tojásra van szükség fejlett lárvával. Az Ascaris tojást izotóniás nátrium-klorid oldatban pipettázzuk egy egér vagy tengerimalac száján. 6-7 nap elteltével az állatot levágják, felnyitják, máját és tüdejét külön-külön megvizsgálják az ascaris lárvák jelenlétére. Ehhez a májat és a tüdőt ollóval apró darabokra vágják, és Berman vagy Supryaga módszerrel (6.1.2. szakasz) megvizsgálják.

Ha az állatokat élő invazív peték fertőzték meg, akkor a májban és a tüdőben végzett boncoláskor vándorló ascaris lárvákat találnak.

Fertőzés esetén a laboratóriumi állatok székletében lévő Fasciola peték nyulaknál 2 hónap elteltével mutathatók ki, tengerimalacok- 50 nap után, egereknél - 35 - 40 nap után.

A gyorsabb válasz érdekében a laboratóriumi állatokat 20-30 nap múlva kinyitják, és megvizsgálják a májat fiatal fasciolák jelenlétére.

A törpe galandféreg peték életképességének meghatározásához javasolt még korábban nem fertőzött fehér egerek etetése, majd 92–96 óra elteltével az állatok boncolása, valamint a bélbolyhokban vagy a bél lumenében lévő ciszticerkoidok kimutatása.

Az opisthorchis tojások életképességének meghatározására olyan módszer javasolt (German S.M., Beer S.A., 1984), amely a miracidium keltetőmirigy fizikai-kémiai aktiválásán és a lárva motoros aktivitásának stimulálásán alapul, ami a pete kinyílásához vezet. fedél és a miracidium aktív felszabadulása kísérleti körülmények között.

Az opisthorchis tojások vízben készült szuszpenzióját előhűtjük 10–12 ° C-ra (az összes további műveletet 19–20 ° C-os szobahőmérsékleten végezzük). 1 csepp 100-150 tojást tartalmazó szuszpenziót adunk egy centrifugacsőbe. A kémcsövet 5-10 percre állványra helyezzük. Ezalatt az összes tojásnak van ideje lesüllyedni az aljára. Ezután egy szűrőpapírcsíkkal óvatosan leszívjuk a felesleges vizet, és 2 csepp speciális táptalajt csepegtetünk a kémcsőbe. A tápközeget 0,005 M Tris-HCl pufferben készítjük; 12-13%-os etanolos oldatot és festéket (bíborvörös, szafranin, eozin, metilénkék stb.) adunk a pufferhez. A kémcsövet felrázzuk, tartalmát pipettával egy tárgylemezre visszük, és enyhén rázva 10 percig állni hagyjuk. Ezután adjunk hozzá 2 cseppet a jelzett táptalajból. A készítmény készen áll a hagyományos fénymikroszkóp alatti, 20-szoros nagyítású mikroszkópos vizsgálatra.

Ezalatt az életképes lárvák fedele kinyílik, és a miracidium aktívan belép a jelzett táptalajba. A benne lévő etanol miatt 2-5 perc múlva immobilizálódnak, majd festékkel megfestik. Mikroszkóppal könnyen kimutathatók és megszámlálhatók.

A tudás és készségek kezdeti szintje.

A tanulónak tudnia kell:

1. A trematodes opisthorch, paragonim, fasciola, dicrocelia képviselői.

2. Életciklusok, a trematodák fertőzésének módjai, klinikai kép betegségek, széklet eltarthatósága

A tanulónak képesnek kell lennie:

1. Azonosítsa a trematoda tojásait ábrák, táblázatok alapján!

2. Megelőző intézkedések kialakítása.

3. Készítsen natív kenetet, nagy kenetet, Kato kenetet, értékelje a munkáját, dolgozzon mikroszkóppal.

4. Határozza meg a trematodák tojásait a készítményekben, tartsa be a munkavédelmi szabályokat, tartsa be a san.-epid. mód.

Az óra felépítése:

Elméleti rész:

Ø Mikrolektúra.

Gyakorlati rész:

Ø Natív kenet készítése, nagy kenet, Kato kenet, teljesítményértékelés, mikroszkópia

Mikroelőadás.

Anyaggyűjtés és -szállítás

A helmintiázisok végső diagnózisát csak az eredmények alapján lehet felállítani laboratóriumi kutatás. fő módszer laboratóriumi diagnosztika A helminthiasis a bélféreg tojásainak vagy lárváinak kimutatása székletben, vizeletben, vérben és más biológiai folyadékokban mikroszkópos vizsgálat során. A kutatás anyaga az ürülék, a tartalom patkóbél, vér, köpet, biopsziás szövetek és egyéb anyagok.

A kutatáshoz szükséges anyaggyűjtés tiszta üveg- vagy műanyag edényekben történik, melyhez a tárgy teljes nevét feltüntető beutaló jár. Tömeges vizsgálat során az ürüléket viaszos papírpoharakba, műanyag zacskóba lehet gyűjteni.

Az elemzésre szánt ürüléket legkésőbb egy napon belül be kell szállítani a laboratóriumba, és ha strongyloidiasis gyanúja merül fel, azonnal az elkülönítés után. Ha ezt a szabályt megsértik, a peték vagy lárvák elpusztításával kapcsolatos diagnózis gyakran megnehezül vagy lehetetlenné válik.

Egyes férgek tojásainak és lárváinak azonosítására speciális módszereket alkalmaznak: a Bormann-módszert, a perianális kaparást, a kenetnyomtatásos módszert ragasztószalaggal, a lárvák tenyésztését szűrőpapíron (Harada és Mori módszer) stb.

Gyakorlati rész:

A széklet bélféreg tojás jelenlétének vizsgálatára a leggyakoribb módszerek a natív kenet, a celofán alatti vastag kenet és a nagy kenet.

A helminth tojások mikroszkóp alatti vizsgálatakor tanácsos összehasonlítani látható kép jellemzőivel a helmintpeték determinánsában.

Natív kenet módszer

Felszerelés:

üveg csúszdák;

széles küvetta;

műanyag pálcikák;

ceruza;

50%-os vizes glicerinoldat (egyenlő arányban keverje össze a glicerint és a desztillált vizet);

egy edény 0,5%-os polydez oldattal;

mikroszkóp.

Előrehalad

1. Rendezd el a tárgylemezeket egy küvettában, számozd meg a tárgylemezeket.

2. Pipettázzunk 2 csepp 50%-os vizes glicerinoldatot egymástól 4 cm távolságra üveglapokra.

3. Egy pálcikával vegyünk ki egy gyufafej nagyságú ürüléket (30-50 mg), adjuk hozzá egy csepp glicerinhez, és őröljük homogén szuszpenzióig.

4. Minden üvegen két natív kenet készül, amelyek nem olvadhatnak össze egymással, és nem érhetik el a széleket, hogy ne szennyezzék be a laboráns ujjait. Minden mintához új rudakat használnak.

5. A preparátumok fedőlemezekkel való letakarása nélkül vizsgálja meg mikroszkóp alatt (objektív 8x, okulár 10-15x).

6. A vizsgálat végén merítse a készítményeket 0,5%-os polidézoldattal ellátott edénybe.

Vastag kenet módszer celofán alatt.

A módszert K. Kato, M. Miur javasolta 1954-ben. A kenet hígítatlan ürülékréteget jelent egy tárgylemezen, amelyet glicerinnel impregnált vékony, higroszkópos celofán lap alá nyomnak.

Rizs. Vastag kenet készítése celofán alatt:

a - natív kenet; b - celofánnal borított székletcsomó gumidugóval préselése; c - vastag kenet celofán alatt (Yu.A. Berezantsev és E.G. Avtushenko szerint, 1976)

Felszerelés:

széles küvetta;

22x30 mm-es celofáncsíkok, amelyeket Kato keverékkel kezeltek 24 órán keresztül;

Kato keverék (3% -os malachit zöld oldat - 6 ml, 6% fenol oldat - 500 ml, glicerin - 500 ml, 3,5 ml keverék elegendő 100 csíkhoz);

nagyméretű gumidugók;

anatómiai csipeszek;

műanyag pálcikák;

ceruza;

mikroszkóp.

Előrehalad

1. Rendezd el a tárgylemezeket egy küvettában, számozd meg a tárgylemezeket.

2. Szedjen fel egy fél borsó nagyságú (50-60 mg) székletet egy pálcikával, és helyezze egy tárgylemezre a közepére.

3. Csipesszel vegyük ki az üvegből a Kato-val kezelt celofán csíkot, és helyezzük egy tárgylemezen lévő székletmintára.

4. Nyomja le a celofánt egy gumidugóval, hogy a széklet egyenletesen oszlik el anélkül, hogy a csík szélein túlmenne.

5. Hagyja a készítményt kitisztulni 60 percig, majd vizsgálja meg mikroszkóp alatt (objektív 8-40x, okulár 10x).

6. A vizsgálat végén a gyógyszert 0,5% -os polydez oldattal ellátott edénybe engedjük le.

7. Távolítsa el munkahely, Mosson kezet.

Nagy kenet módszer.

A módszert Yu.A. Berezantsev és E.G. Avtushenko 1973-ban. A módszer lényege egy binokuláris mikroszkóp és egy natív kenet 6x9 cm-es üvegen történő használatán alapul, amely lehetővé teszi akár 200-300 mg széklet egyidejű vizsgálatát.

Felszerelés:

üvegcsúszdák 6x9 cm és 7x10 cm;

műanyag pálcikák;

50% -os glicerin oldat (glicerin és desztillált víz egyenlő arányban);

egy edény 0,5%-os polydez oldattal;

mikroszkóp;

zománcozott küvetta;

ceruza.

Előrehalad

1. Rendezd el a 7x10 cm-es tárgylemezeket egy küvettában, számozd meg a tárgylemezeket.

2. Ezután helyezzen minden tárgylemezre egy második 6x9 cm-es tárgylemezt.

3. Pipettázzunk 15-20 csepp 50%-os glicerinoldatot egy 6x9 cm-es tárgylemezre.

4. Vegyen ki egy botot különböző helyekenátlagos borsó nagyságú ürülékdarabokat (200-300 mg), és 50%-os glicerines oldatba engedjük le egy tárgylemezen.

5. Dörzsöljön át egy darab ürüléket glicerinben egy pálcikával, amíg egyenletesen fel nem függ, úgy, hogy az általa elfoglalt terület körülbelül 33-34 cm 2 legyen. Ne takarja le a kenetet fedőlemezekkel.

6. Vegyen fel egy nagy 7x10 cm-es fedőlapot a széleinél fogva, a rajta lévő nagy kenettel együtt (hogy ne koszolja be az ujjait).

7. Vizsgáljon meg egy nagy kenetet 34x-es (objektív 2x, okulár 17x) és 50x (objektív 4x, okulár 12,5x) nagyítással. Kétes esetekben a vizsgálatokat nagy nagyítással végezzük.

8. A vizsgálat végén a gyógyszert 0,5%-os polydez oldattal ellátott edénybe engedjük le.

9. Tisztítsa meg a munkahelyet, mosson kezet.

Ezzel a kutatási módszerrel meghatározzák a helminták nagy tojásait (orsóféreg, ostorféreg, kampósféreg, tűféreg, széles galandféreg, teniid, fascioli). Kicsit másképp néznek ki, ezért némi tapasztalatra van szükség ahhoz, hogy gyorsan észrevegyék őket. Nagy méretű tamponok segítségével lehet tesztelni a schistosoma tojásokat és az aknés lárvákat. Egy nagy kenet 6-10-szer több vizsgálati anyagot tartalmaz, mint egy natív kenet. Hatékonysága sokkal magasabb.

Hasonló információk.

Kutatási anyag: széklet, vizelet, nyombéltartalom, köpet, vér, bőr, perianális dendrit, izomszövet.

A mikroszkópos kutatási módszerek a helminták tojásainak és lárváinak kimutatásán alapulnak. A vizsgálat céljaitól függően kvalitatív és kvantitatív csoportokra oszthatók.

1. Vastag kenet módszer Kato szerint. A módszer elve az, hogy a bélféreg tojásait vastag székletkenetben találják meg, amelyet glicerinnel tisztítanak és malachitzöldre színeznek. A módszer a leghatékonyabb ascariasis, trichuriasis, diphyllobothriasis, teniidosis és kisebb mértékben ankylostomiasis és törpe galandféreg esetén.

3. Dúsítási módszer(Kofoid - Barbera) a tojások telített oldatban való lebegtetésének elvén alapul asztali só. Megtalálható a trematodák, a széles galandféreg, az onkoszférák, a taenidák, a megtermékenyített orsóférgek petéi.

4. Kalantaryan módszer- az elv ugyanaz, mint az előzőnél, de flotációs oldatként telített nitrogén-nitrát oldatot használnak.

5. Létezik speciális módszerek széklet vizsgálata fascioliasis, strongyloidiasis, ankylostomiasis jelenlétére.

6. Preanális és perianális-rektális módszer enterobiasis diagnózisa. A kaparást reggel (WC és székletürítés előtt) vagy este alvás közben végezzük.

Nagyon fontos tudni

Egyszerű módszerek

makroszkópos módszer. Az ürülék vizsgálata során kimutathatóak a féreg, azok feje, szegmentuma, strobiliz töredékei, amelyek önmagukban vagy féregtelenítés után kiemelkednek. Ez a módszer különösen ajánlott enterobiasis, taeniasis és taeniarhynchosis kimutatására.

Az ürülék kis adagjait lapos fürdőben vagy Petri-csészében vízzel összekeverjük, és sötét háttér előtt jó fényben, szükség esetén nagyítóval távolítsuk el a bélférgeket és minden gyanús fehér képződményt csipesszel vagy pipettával. Az összegyűjtött anyagot egy másik csészébe vízzel vagy tárgylemezre helyezzük egy csepp hígított glicerinben vagy izotóniás nátrium-klorid oldatban további vizsgálat céljából.

Az ülepítési módszerrel az ürülék teljes vizsgálati részét vízzel kell összekeverni egy üveghengerben, majd a felső vízréteget óvatosan le kell engedni. Ez többször megismétlődik. Amikor a folyadék átlátszóvá válik, lecsepegtetjük, és a csapadékot kis részletekben üvegfürdőben vagy Petri-csészében nézzük, ahogy fentebb jeleztük.

A mikroszkópos módszerek a széklet vizsgálatának fő módszerei a peték vagy a bélféreg lárváinak kimutatására. Különféle módszerek tanulmányokat az alábbiakban ismertetjük. A vizsgálat megbízhatóságának növelése érdekében az elemzések naponta többször vagy 1-3 napos időközönként megismételhetők.

Natív kenet módszer. A natív kenet a leggyakoribb és technikailag elérhető módszer a széklet vizsgálatára. A natív kenetben mindenféle helminták tojásai és lárvái megtalálhatók. Azonban kis számú tojás a székletben nem mindig található meg. Ezért a széklet vizsgálata csak natív kenet segítségével nem teljes, és dúsítási módszerekkel kell kiegészíteni. A natív kenetvizsgálat hatékonysága markánsan javul, ha négy, székletmintából készült készítményt nézünk két fedőlemez nélküli üveglemezen, amely összesen megközelítőleg ugyanannyi széklet vizsgálatát teszi lehetővé, mint a Kato-módszerrel (lásd alább).

Kis mennyiségű (gyufafejnyi) felkavart ürüléket fapálcikával vékonyan megkenünk egy tárgylemez felületére csepp 50%-os glicerines oldatban. Általában két kenetet készítenek egy pohárra. A kenetet kis nagyítású mikroszkóp alatt nézzük (8. sz., 7. sz.). Kétes esetekben fedőlemezzel letakarva nagy nagyítással megvizsgálják (40. ob.).

Nagy natív kenet készítéséhez 200-300 mg (nagy borsó nagyságú) székletet őrölünk egy 6x9 cm-es poháron 15-20 csepp 50%-os vizes glicerinoldatban. Binokuláris sztereoszkópikus mikroszkóp alatt (4. kötet, kb. 12,5 vagy 2. kötet, kb. 17) áteresztett fényben, fedőlemezek nélkül. Kétséges esetekben az objektívet nagyobb nagyításra fordíthatja. Az ilyen kenetekben jól láthatóak a színes, nagy helminta tojások, és a törpe galandféreg átlátszó tojásai valamivel rosszabbak. Ez a módszer nem alkalmas kisméretű tojások kimutatására. Ugyanakkor a vizsgált anyag nagy mennyisége és a nagy látómező nagy mélységélességgel jelentős hatékonyságot biztosít ennek a módosításnak a hagyományos natív kenethez képest.

A vastag celofán kenet (Kato módszer) hatékonyabb, mint a natív kenetvizsgálat, de dúsító módszerekkel is kombinálni kell. Valamennyi féregtípus tojásait kimutatják, azonban a törpe galandféreg (átlátszó peték) vagy opisthorchis (kis tojások) peték kimutatásához a laboránsnak különösen ügyelnie kell arra, hogy ne hagyja ki őket (21. ábra).

A módszer a bélféreg tojásainak kimutatásán alapul egy vastag, glicerinnel tisztított és malachitzöldre színezett székletkenetben. A hidrofil celofánt előzetesen 20 x 40 mm-es lemezekre vágjuk, és Kato keverékbe merítjük (6 ml 3%-os vizes malachitzöld oldat, 500 ml glicerin, 500 ml 6%-os fenolos oldat). A keverékből 3-5 ml 100 tányérra elegendő, amelyek egy nap alatt készen állnak a használatra, és ugyanabban a keverékben jól zárható edényben szobahőmérsékleten 6 hónapig tárolhatók. Malachit zöld hiányában (a laborasszisztens szemfáradásának csökkentésére ajánlott) és fenol ( fertőtlenítő) csak 50%-os vizes glicerinoldatot használhat, a vizsgálat hatékonysága nem csökken.

Rizs. 20. Módszer vastag székletkenet készítésére celofánnal Kato szerint

100 mg ürüléket a fentiek szerint kezelt celofán lemezzel lefedő üveglapra helyezünk, és gumidugóval lenyomjuk, hogy az ürülék ne terjedjen szét a celofán alól. A mikroszkóp kis vagy nagy nagyítású mikroszkópos vizsgálatát legkésőbb 1 órával (meleg időben - 30-40 perccel) a kenet elkészítése után kell elvégezni. A készítmény átlátszatlanságának oka lehet vastag székletréteg, a lemez rossz feldolgozása a Kato keverékben, a készítmény nem megfelelő expozíciós ideje celofán alatt. A glicerinnel való hosszan tartó tisztítás és a készítmény túlzott szárítása szintén megnehezíti a tojások kimutatását.

Csavarási módszer az S.S. szerint. Shulman. A módszert a bélféreg lárvák, elsősorban a Strongyloid székletben történő kimutatására javasolták. Csak a frissen kiürült ürüléket vizsgáljuk, amelyből 2-3 g-ot üvegedénybe töltünk, üvegrúddal körkörös mozdulatokkal 3-5-szörös mennyiségű sóoldattal keverjük, anélkül, hogy az edény falát érintené. A központban felhalmozódnak a helminták tojásai és lárvái. Keverés után a pálcika végén lévő cseppet gyorsan egy tárgylemezre visszük, fedőlemezzel lefedjük, és mikroszkóp alatt megvizsgáljuk.

dúsítási módszerek. A dúsítási módszerek a tojások fajsúlyának és az alkalmazott sóoldatnak a különbségén alapulnak, ami lehetővé teszi kis mennyiség kimutatását. Ha a peték fajsúlya nagyobb, mint a folyadék fajsúlya, akkor a peték az üledékben koncentrálódnak, amit mikroszkóp alatt vizsgálunk. Ezt az ülepítési módszert a trematode tojások esetében alkalmazzák. Az oldat nagyobb fajsúlya esetén a tojások a folyadék felszínére úsznak, majd a filmet megvizsgálják. Ezek flotációs (lebegő) módszerek, ezek a leghatékonyabbak a horogféreg, ostorféreg és törpe galandféreg peték kimutatására.

flotációs módszerek. A Fulleborn módszer a helmintpeték telített nátrium-klorid-oldatban való lebegtetésén alapul, amelynek nagy relatív sűrűsége (1,2), amely lehetővé teszi a kis számú tojás kimutatását. A módszer hatékonyabb, mint a natív kenet tanulmányozása, bár nehezebb. A módszer előnye az olcsóság és a rendelkezésre állás. A natív kenet és a Fülleborn-módszer vizsgálatát javasolt kombinálni.

Telített oldatot készítünk úgy, hogy 400 g nátrium-kloridot feloldunk 1 liter vízben forrás közben. Az oldat relatív sűrűsége 1,18-1,22. Az oldatot zárt üvegben tárolják. Az elemzéshez 2-3 g ürüléket helyezünk egy 30-50 ml térfogatú edénybe, és pálcikával keverve telített nátrium-klorid-oldatot adunk hozzá majdnem a tetejéhez. Egy papírcsík gyorsan eltávolítja a lebegő nagy részecskéket. 45-60 perc után. huzalhurokkal ülepítjük, távolítsuk el a felületi filmet és vigyük át tárgylemezre csepp 50%-os vizes glicerinoldatban. A fólia hurkával történő eltávolítása helyett a tetejére önthetjük az üvegben lévő oldatot, letakarjuk egy tárgylemezzel, aminek a felületére rátapadnak a lebegő tojások. Számos előkészület van folyamatban. Ezen kívül 2-4 készítményt megnéznek az üledékből, szempipettával 2 üveglemezen felszedve. A felszíni film mellett az üledék vizsgálata is szükséges, mivel a trematodák, taeniidák, az ascaris megtermékenyítetlen petéi ebben az oldatban nem úsznak. Számos helmint tojása nem úszik azonnal a sóoldatban. Tehát, ha a törpe galandféreg tojásainak maximális száma 15-20 perc múlva lebeg, akkor az ascaris - 1,5-2 óra múlva, az ostorféreg - 2-3 óra múlva.

Így ennek a módszernek az előnyei közé tartozik az olcsósága és elérhetősége, hátrányai pedig a preparátumok felületi filmen és üledéken való megtekintésének szükségessége, valamint az ülepedés időtartama.

E. V. Kalantaryan módszere is dúsítási módszer, de hatékonyabb és egyszerűbb, mint a Fülleborn módszer. 1,38 relatív sűrűségű telített nátrium-nitrát oldatot használunk. Ezért a legtöbb féreg tojásai felúsznak, és a felszíni filmben találhatók, üledékvizsgálat nem szükséges.

Telített nátrium-nitrát-oldat elkészítéséhez 1 kg nátrium-nitrát sót (nátrium-nitrát) feloldunk 1 liter vízben, és addig forraljuk, amíg teljesen fel nem oldódik, és a felületén film képződik. Szűrés nélkül töltse száraz üvegbe. Nátrium-nitrát hiányában ammónium-nitráttal (ammónium-nitrát) helyettesíthető, 1 liter vízben 1,7 kg-ot oldva. A kapott oldat relatív sűrűsége 1,3, ami némileg csökkenti a hatékonyságot a nátrium-nitrát oldathoz képest.

A módszer előnyei: a legtöbb helminth petéi gyorsan előbukkannak és megtalálhatók a felületi filmben, ami szükségtelenné teszi az üledék tanulmányozását. A módszer hátránya a nátrium-nitrát hiánya, valamint az, hogy a trematoda peték, taeniid onkoszférák nem úsznak le és maradnak az üledékben. Nem szabad megfeledkezni arról, hogy a széklet oldatban való hosszan tartó (több mint 1-2 órás) expozíciója esetén egyes helminták tojásai megduzzadnak és leülepednek, eltűnnek a felületi filmből.

ülepítési módszerek

P. P. Goryachev módszere a peteülepedés elvén alapul. A kenet ebben az esetben könnyű, durva szennyeződések nélkül, ami megkönnyíti a trematodák (opisthorchia stb.) kis tojásainak kimutatását. Az ópisztolytojások fajsúlya nagy, ezért nem úszik a sóoldatban.

70-100 ml telített nátrium-klorid-oldatot öntünk egy 2-3 cm átmérőjű hengerbe. Külön-külön alaposan keverjünk el 0,5 g ürüléket 20-25 ml vízben, és óvatosan szűrjük át egy tölcséren keresztül kétrétegű gézzel egy hengerbe. sóoldat, elkerülve a keveredést (így két jól elhatárolható réteg képződik). 2-3 óra elteltével pipettával leszívjuk a felső ürülékes réteget, a maradék sóoldatot 12-20 órán át állni hagyjuk, vagy centrifugáljuk. A csapadékot egy tárgylemezre pipettázzuk, fedőlemezzel lefedjük és mikroszkóppal lefedjük.

Gorjacsov módszerét az ópisztoly peték kimutatására javasolták, és hatékonyabbnak bizonyult, mint a natív kenetvizsgálat és a Fülleborn módszer. Jelenleg az opisthorchiasis (clonorchiasis) diagnosztizálására a Kato és Kalantaryan módszereit ajánlják, mint meglehetősen hatékonyak és technikailag egyszerűbbek.

Krasilnikov módszer. A felületaktív anyagok hatása alatt, amelyek részét képezik tisztítószerek(mosószerek) a helmintpeték kiszabadulnak a székletből és az üledékben koncentrálódnak.

Előzetesen elkészítjük a Lotus mosópor 1%-os oldatát. Ehhez 1 literben 10 g port kell feloldani csapvíz. A "Lotus" hiányában mást is használhat mosóporok, de mindegyikből annyit kell bevenni, amennyi csapadékképződés nélkül feloldódik 1 liter csapvízben. 20-30 ml mosószeres oldatot öntünk egy 30-50 ml-es üvegedénybe, egy kis adag ürüléket helyezünk oda, és jól összekeverjük. A széklet és az oldat arányának körülbelül 1:20-nak kell lennie. A székletnek legalább egy napig az oldatban kell lennie. Ezalatt az alján 2-3 rétegű üledék képződik. Az alsó réteg durva, nehéz részecskékből áll, a középső rétegben féregpeték gyűlnek össze, a felső réteg fehéresszürke pelyhek. Ezután pipettával 2-3 csepp folyadékot gyűjtünk a középső rétegből, és egy tárgylemezre visszük. Egy pohárra 2 készítményt készítünk, fedőlemezzel lefedjük és mikroszkóppal.

A Krasilnikov-módszer lehetővé teszi az ürülékkel kiválasztott férgek minden típusának tojásainak kimutatását.

Az éter-formalin ülepítési módszer és a kémiai ülepítés nagyon munkaigényes, nagy hatékonyságú, különösen tömegvizsgálatoknál, ezért célszerűbb az éter-ecetsav módszer alkalmazása. Lehetővé teszi, hogy az üledék kémiai reagensekkel történő további feldolgozása után gyakorlatilag csak féregpeték nyerhetők benne, ami megkönnyíti a kis trematoda tojások azonosítását. Ez a módszer univerzálisnak bizonyult, feltárja az összes bélféreg petéit, bélprotozoon cisztáit, használható számszerűsítése invázió intenzitása.

Öntsön 7 ml 10%-os oldatot centrifuga beosztású csövekbe. ecetsavés adjunk hozzá 1 g ürüléket a 8 ml-es jelig. A székletet egy pálcikával alaposan összekeverjük, amíg homogén keveréket nem kapunk, majd két réteg gézen át egy másik centrifugacsőbe szűrjük (hogy a leszűrt oldat új csövében ismét 8 ml legyen, ha kevesebb, akkor tovább öblíthető a tölcsért 10%-os ecetsavoldattal kötött kötéssel, aki átszűrte a székletoldatot). Ehhez a kémcsőhöz adjunk 2 ml étert (a 10 ml-es jelig), dugóval zárjuk le, és 30 másodpercig rázzuk erőteljesen. Az elegyet 3000 fordulat/perc sebességgel centrifugáljuk 1 percig (vagy 2 percig 1500 rpm-en). A koaguláns réteget (a cső felső részében parafa formájában) egy pálcikával elválasztjuk a cső falától, és a felülúszóval együtt óvatosan lecsepegtetjük. A csapadékot (általában kicsi, színtelen) pipettával üveglapokra visszük fel, fedjük le fedőlemezzel és mikroszkóppal vizsgáljuk.

Leggyakrabban a helminták fertőzése szennyezett élelmiszerrel, vízzel és mosatlan kézzel történik.

Közvetlen és közvetett módszerek a helmintiázisok diagnosztizálására

A mai napig számos módszert fejlesztettek ki diagnosztika helminthiasisok, de mindegyik két részre osztható nagy csoportok: közvetlen és közvetett. A közvetlen diagnosztikai módszerek közé tartoznak azok a vizsgálatok, amelyek lehetővé teszik a helminták, azok töredékeinek, lárváinak vagy tojásainak közvetlen azonosítását. A helmintiázisok diagnosztizálásának közvetett módszerei a helminthiasis egy bizonyos fajtájára jellemző másodlagos változások azonosításán alapulnak.

A helminthiasis diagnosztizálásának legnépszerűbb közvetlen módszerei a makro- és mikrohelmintoszkópos kutatási módszerek.

Makrohelmintoszkópos kutatási módszerek

Olvasói kérdések

2013. október 18., 17:25 Jó napot. Már körülbelül egy éve viszketést érzek a végbélnyílás környékén. Egyik sem fájdalom. Mondja meg, kihez fordulhatok és mi lehet az? Kösz

Tegyen fel egy kérdést

Mikrohelmintoszkópos kutatási módszerek

Immunológiai kutatási módszerek

A helmintiázisok diagnózisa bizonyos helminthák elleni specifikus antitestek kimutatásán alapul a vérszérumban. Az immunológiai vizsgálatokhoz a közvetett hemagglutináció módszerét alkalmazzák, enzim immunoassay, immunelektroforézis, immunabszorpció és egyéb szerológiai vérvizsgálati módszerek.

Immunológiai kutatási módszereket alkalmaznak az alveococcosis, echinococcosis, cysticercosis, ascariasis, schistosomiasis és más helminthiasis diagnosztizálására.

Az epe és a nyombél tartalmának elemzése

Biopszia

Elektropunktúrás diagnosztika

Az elektropunktúrás diagnosztika a bőr ellenállásának elemzésén alapul, ha a gyengesége irritálja Áramütés. A helminthiasis gyanúja esetén az elektropunkciós diagnosztikát kétféleképpen lehet elvégezni: Voll-módszerrel vagy rezonanciavizsgálattal.

Instrumentális kutatási módszerek

Helminthiasis esetén is végrehajtják ultrahangos eljárás, FEDGS és számítógépes diagnosztika. Ezek a módszerek lehetővé teszik a helminták által okozott károsodás mértékének meghatározását, valamint az egyes szervek állapotának meghatározását.